Cytokines related to angiogenesis in scar hyperplasia

doi:10.3969/j.issn.2095-4344.2014.51.027

Abstract

Abstract:

BACKGROUND: Scar is the product of wound healing. Severe scar hyperplasia often leads to the deformity and dysfunction. The scar generates along with angiogenesis. Angiogenesis is closely related to the formation of scar. Cytokines are involved in the scar formation.
OBJECTIVE: To summarize the relationship between the cytokines of angiogenesis and scar hyperplasia and to understand the cytokines of angiogenesis effect on scar hyperplasia and atrophy by influencing the angiogenesis and vascular maturity during scar formation, thereby providing a new theoretical basis and measures for clinical prevention and treatment of scar.
METHODS: A computer-based online search of PubMed, Medline and CNKI databases was performed for acquiring relevant articles in English and Chinese, respectively, by using the key words of “scar, angiogenesis, cytokines”. Fifty-four articles were included which related to angiogensis in scar hyperplasia, cytokines in scar hyperplasia and cytokines of angiogensis.
RESULTS AND CONCLUSION: The formation of scar is a result of the combined action of various complex factors, which is influenced by many factors. The scar generates along with agiogenesis and vascular maturity. The cytokines of angiogenesis influence angiogenesis and vascular maturity, and thus affect the scar hyperplasia and atrophy. By intervening the expression or function of the cytokines of angiogenesis to affect the angiogenesis and vascular maturity, we can prevent and treat scar in the clinic.

中国组织工程研究杂志出版内容重点：组织构建；骨细胞；软骨细胞；细胞培养；成纤维细胞；血管内皮细胞；骨质疏松；组织工程

全文链接：

Key words: scar, angiogenesis, cytokines

CLC Number:

R318

Wu Zi-han, Li Gao-feng . Cytokines related to angiogenesis in scar hyperplasia[J]. Chinese Journal of Tissue Engineering Research, 2014, 18(51): 8346-8352.

Figures/Tables 1

2.1 瘢痕的增生与血管生成血管生成贯穿于创伤修复过程的始终，从早期的炎症反应、肉芽组织的形成到机体组织的重建乃至最终的瘢痕形成，创伤后不同的血管反应可能是导致创伤后愈合结果不同的重要因素。创伤后瘢痕的形成在不同的阶段有着不同的临床表现和发展趋势。从大量的临床病例资料可发现，处于增生期的瘢痕颜色发红，表面常可见增生、扩张的毛细血管，经过自然成熟期，一般为6-12个月，瘢痕表面血管扩张状态逐渐消失，瘢痕颜色逐渐变浅。可见瘢痕萎缩成熟过程中颜色的变化是与其自身血管的变化息息相关，瘢痕内血管的增加和减少伴随着瘢痕从增生到萎缩成熟的整个过程[1]。在瘢痕萎缩成熟的过程中，血管也有其自身的变化特点：处在增生期的瘢痕，血管生成增多，血管丰富，但此时的血管多为不成熟的血管，多表现为管腔不通畅，此时，瘢痕组织中氧分压也较低。随着瘢痕的萎缩成熟，虽然血管的数量有所减少，但瘢痕中管腔不通畅的未成熟血管逐渐被管腔通畅成熟的血管替代。此时瘢痕中的血管为成熟血管居多，相对的，此时成熟瘢痕中组织的氧分压有所增高[4-5]。通过苏木精-伊红染色可发现：正常皮肤微血管数目较少，增生期瘢痕微血管明显增多，微血管狭长扭曲，部分血管塌陷甚至闭塞。提示增生期瘢痕中存在血管生成。血管生成是一系列严格受控制的过程，它包括增殖、成熟、退化3个阶段。调节血管生成的3个重要的因素包括：血管生成因子，细胞外基质，细胞外基质黏附受体和蛋白水解酶系统[6]。其中，影响血管生成的细胞因子有很多。近年来的研究表明，细胞因子在瘢痕的血管生成乃至瘢痕的形成中起着十分重要的作用。 2.2 细胞因子与瘢痕血管生成细胞因子是由免疫系统细胞以及其他类型细胞主动分泌的一类小分子量的可溶性蛋白质，包括淋巴因子、干扰素、白细胞介素、肿瘤坏死因子、趋化因子和集落刺激因子等，是免疫系统细胞以及免疫系统细胞与其他类型细胞间联络的核心，能改变分泌细胞自身或其他细胞的行为或性质，通过与细胞特异的膜受体而起作用。具有调节固有免疫和适应性免疫、血细胞生成、细胞生长和分化以及损伤组织修复等多种功能。众多细胞因子在体内通过旁分泌、自分泌或内分泌等方式发挥作用，具有多效性、重叠性、拮抗性、协同性等多种生理特性，形成了十分复杂的细胞因子调节网络，参与人体多种重要的生理功能。例如血管的生成。研究发现血管生成的过程受多种因素影响。缺氧就是其中一个十分重要的因素。血管生成受缺氧等因素的影响使正常促血管生成细胞因子与抑制因子两者的平衡打破后而启动：内皮细胞激活形成血管生成表型，基质金属蛋白酶激活，降解基质膜及细胞外基质成分，内皮细胞迁移、增殖，形成新的血管芽，血管芽在血流的冲击下出现管腔，同时募集间质中的周细胞，使其贴附于新生血管，完成新生血管的塑性[7-8]。因此，在瘢痕的血管生成的相关研究中，各种细胞因子的研究也逐渐受到学者们的关注。 2.2.1 血管内皮生长因子影响血管生成的细胞因子有很多，血管内皮生长因子是目前已知最重要的促血管生成因子之一。血管内皮生长因子是一类相对分子质量为 34 000-46 000的肝素结合性糖蛋白，由两个二硫键连接形成同源二聚体。血管内皮生长因子的基因位于染色体的6p21处，由8个外显子和7个内含子组成，现已知至少有5种变位剪切体，由mRNA剪切方式的不同，分别根据氨基酸的数目多少命名为血管内皮生长因子121、血管内皮生长因子145、血管内皮生长因子165、血管内皮生长因子189、血管内皮生长因子206。在生理情况下血管内皮生长因子165和血管内皮生长因子121是最主要的存在形式。血管内皮生长因子是血管内皮细胞强效有丝分裂原，能促进血管内皮细胞分裂、增殖和迁移。血管内皮生长因子在体内有自分泌和旁分泌两个途径，分泌的血管内皮生长因子都与相应的内皮细胞受体结合，发挥其生理作用。它通过与内皮细胞上fms样酪氨酸激酶1(Flt-1)或激酶功能区受体(KDR或Flk-1)结合，引起受体自身的磷酸化，激活丝裂原活化的蛋白激酶，直接刺激血管内皮细胞变形、迁移及分裂增殖，使血管通透性增加，使血浆蛋白外渗，为血管新生提供相应的基质[9-10]。正常生理状态下，血管内皮生长因子的表达很低，但在修复创伤或是烧伤的过程中，因其局部的微环境发生变化，如持续低氧[1]，使皮肤中的成纤维细胞、角质形成细胞分泌的血管内皮生长因子增多，而促新生的血管的生成。为了研究血管内皮生长因子在瘢痕中的作用，国外的学者们收集不同时期患者的瘢痕，利用Real-time RT- PCR及免疫组织化学染色等方法证实了血管内皮生长因子的高表达是瘢痕增生的重要因素，随着瘢痕的萎缩成熟，血管内皮生长因子的表达逐渐下降[11-13]。国外学者的相关研究显示，血管内皮生长因子在增生期瘢痕中呈高表达，而在正常皮肤中或萎缩成熟的瘢痕中呈低表达[14]。这表明血管内皮生长因子在瘢痕的血管生成的进展中起着重要的作用。 2.2.2 血管生成素1 在血管生成中亦扮演着十分重要的角色。血管生成素1是由血管内皮细胞周围支持细胞合成，通过旁分泌作用，与附近血管内皮细胞膜上的TIE-2受体结合，产生对血管生成的调节作用。目前已知的有4种血管生成素：血管生成素1，血管生成素2，血管生成素3，血管生成素4。血管生成素1和血管生成素2是这个家族中研究的比较清楚的。血管生成素家族分子由4个结构域组成，包括一个信号肽，一个氨基酸螺旋结构域，一个铰链区以及C末端的纤维蛋白原同源结构域(FAD)。纤维蛋白原同源结构域是酪氨酸激酶受体TIE-2的结合位点。血管生成素1可以激活TIE-2，促进平滑肌细胞和周围细胞的募集，对于新生血管的稳定至关重要；而血管生成素2作为血管生成素1的竞争性拮抗剂可以减弱内皮细胞与血管周围支持细胞以及细胞外基质间的相互作用。与血管生成相关的血管生成素主要是血管生成素1。机体内血管生成素1含量升高，在机体内血管组织大量增生的同时，诱导血管内皮细胞趋化迁徙，增强血管内皮细胞对血管基膜的亲和，维持血管稳定[15-16]。血管生成素1虽然不直接促进内皮细胞的增殖，但是它可以使内皮细胞的迁移，存活能力增强，同时促进了微血管的形成[17]。在血管生成过程中，血管内皮生长因子浓度先增高，促进血管内皮细胞增殖，而后血管平滑肌细胞等基质细胞分泌血管生成素1，血管生成素1蛋白的升高，诱导血管内皮细胞出芽形成新的血管，促进内皮细胞迁移，维持血管稳定，促血管成熟。血管内皮生长因子促进新生血管形成，而血管生成素1的主要功能是保证新生血管内皮细胞的正确组装、促进内皮周围支持细胞的聚集和血管重塑，从而维持新生血管的完整性和稳定性[6]。早期，一些国内的学者们结扎大鼠的股动脉及剔除其分支来制造大鼠下肢缺血模型，利用Ad-Ang-1病毒悬液肌肉注射，Western-blot及切片染色，观察到肌肉注射Ad-Ang-1能提高组织内新生血管数目。但关于血管生成素1在瘢痕中的研究甚少，Van der Veer等[18]收集不同时期的患者的瘢痕，利用Real-time RT-PCR及免疫组织化学染色，表明瘢痕的增生也与血管生成素1的相对下调相关。血管生成素1在瘢痕形成及其萎缩成熟过程中的作用还有待进一步的研究。 2.2.3 碱性成纤维细胞生长因子 1974年，英国Gospodarowicz教授从牛脑垂体中纯化出一种细胞生长因子，因首先发现对某些细胞成纤维有明显的促分裂增殖活性，而被命名为碱性成纤维细胞生长因子。因其等电点的不同，将其两种同源物质区分为等电点为9.6的碱性成纤维细胞生长因子和等电点为5.6的酸性成纤维细胞生长因子。碱性成纤维细胞生长因子是最有效的血管生成因子之一，主要由内皮细胞和巨噬细胞产生，能促进所有中胚层和外胚层细胞的增殖和分化，如：成纤维细胞、血管内皮细胞、软骨细胞、成骨细胞、平滑肌细胞、骨骼肌细胞、肾上腺皮质及髓质细胞、颗粒细胞、晶状体上皮细胞、角膜上皮细胞、神经元、神经胶质细胞等。这种作用在成纤维细胞和血管内皮细胞的增殖、分化过程中表现得更明显。它对新生血管形成过程中的多个环节如毛细血管基底膜降解、内皮细胞迁移增生、胶原合成、小血管腔形成等均有明显促进作用。碱性成纤维细胞生长因子在体内、外均有明显的促新生血管形成作用。有研究发现，碱性成纤维细胞生长因子可以促进血管内皮细胞增殖分化，诱发新生毛细血管内皮细胞侵入三维胶原基质中，形成类似于毛细血管的管样组织结构，从而促进血管新生[19]。临床上常将其应用于创伤修复、慢性创面治疗、溃疡病和角膜损伤修复的治疗，尤其在屈光手术术后角膜创伤利用碱性成纤维细胞生长因子相关制剂修复对减轻疼痛及实现最佳视觉修正显得尤为重要。国内学者结扎犬的冠状动脉左前降支第一对角支制造心肌缺血的模型，在缺血心肌区5个位点注射包含碱性成纤维细胞生长因子缓释微粒的生理盐水，利用免疫组织化学技术及Western-blot法，观察到碱性成纤维细胞生长因子能够明显促进缺血心肌微血管生成[20]。对于其在瘢痕增生中的研究，国内学者收集不同时期的瘢痕，应用免疫组织化学SP法检测其不同时期瘢痕组织及正常皮肤中碱性成纤维细胞生长因子的表达并进行统计学分析，瘢痕形成晚期的组织碱性成纤维细胞生长因子表达水平明显高于瘢痕形成早期。也有学者复制兔耳瘢痕模型，利用碱性成纤维细胞生长因子制剂对瘢痕形成过程进行干预，发现碱性成纤维细胞生长因子组瘢痕体积明显小于对照组。与对照组比较，碱性成纤维细胞生长因子组的瘢痕在血管形成及成纤维细胞增殖更明显，在最终成熟瘢痕组织中胶原纤细排列也较增生期瘢痕规则[21]。表明碱性成纤维细胞生长因子在瘢痕的形成过程中有抑制瘢痕增生及促瘢痕成熟的作用。推测因与其改善了瘢痕形成过程中的微循环与微环境相关[22-23]。 2.2.4 转化生长因子β 转化生长因子β是一个由多肽信号分子构成的细胞因子超级家族，该家族包括转化生长因子βs(1-6)、抑制素(inhibins)、活化素(activins)、骨形态发生蛋白等。在瘢痕形成中研究最多的为转化生长因子β1，转化生长因子β2，转化生长因子β3，三者具有极高的同源性，具有相似的生物学活性，都能够调节细胞的增殖、分化、黏附、迁移和凋亡，还能刺激间质细胞增殖产生细胞外基质，诱导体内各种组织纤维化反应。在血管生成中，转化生长因子β(1-3)中转化生长因子β1起主要作用，转化生长因子β1具有介导血管内皮生长因子的表达上调的作用[24]。值得注意的是，由于血管内皮细胞表面无转化生长因子β1受体，转化生长因子β1对血管内皮细胞无直接生物学作用，因此转化生长因子β1通过上调其他促血管生成因子(如血管内皮生长因子，碱性成纤维细胞生长因子)的表达而间接促进血管生成。转化生长因子β2能够直接或间接地上调中性粒细胞、巨噬细胞、成纤维细胞和上皮细胞中转化生长因子β1的表达，与转化生长因子β1协同参与伤口愈合及瘢痕形成。转化生长因子β2主要是由单核细胞分泌表达，不受转化生长因子β1表达的限制。体内实验表明，转化生长因子β2能刺激肉芽组织形成并间接诱导血管生成[25]。转化生长因子β3与转化生长因子β1和转化生长因子β2的功能截然不同，它能够刺激成纤维细胞合成胶原、加快细胞外基质的合成促新生血管的生成，从而促进创伤愈合，却并不增加瘢痕的形成。但关于转化生长因子β在瘢痕形成的中的研究，国内外的相关研究，转化生长因子β的作用主要是作用于成纤维细胞，增强纤维蛋白和胶原分泌导致瘢痕形成。国外的学者研究发现，在瘢痕形成早期，加入外源性的转化生长因子β或本身转化生长因子β的过度表达可导致瘢痕形成和纤维化疾病[26-27]。体外细胞实验研究发现，上调转化生长因子β的表达可引起瘢痕增生[28]。包括国内学者研究，收集患者的瘢痕组织，进行免疫组织化学分析，在瘢痕的增生期，其转化生长因子β的表达量要高于正常皮肤组织[21]。国外学者在体外实验证实，增生期瘢痕成纤维细胞中的转化生长因子β1的表达量的对比正常皮肤中的成纤维细胞，增加了2.5倍[24]。关于转化生长因子β在血管生成中的研究，在肿瘤中研究甚多，认为转化生长因子β主要是上调血管内皮生长因子，促进肿瘤中的血管生成。但对于其影响瘢痕中血管的变化从而是否对瘢痕形成产生影响的研究甚少，值得进一步探究。 2.2.5 内皮素内皮素为21个氨基酸的多肽家族，是1988年由日本学者发现的血管活性肽，是由血管内皮细胞和血管平滑肌细胞产生的含有21个氨基酸的短肽，具有1，2，3，4 四种亚型其中以内皮素1的作用最强。其受体分为两种，分别为ETAR和ETBR。它们属于G-蛋白偶联受体家族的成员(GPCR)[29]，与内皮素1有同等的亲和力。内皮素1在人体内血管生成的不同阶段都起着十分重要的作用。新生血管的形成包括内皮细胞增殖、释放蛋白酶、降解基底膜、内皮细胞黏附及移行并最终分化成成熟血管。内皮素1能促进血管内皮细胞的增殖，内皮素1通过作用于ETBR对血管内皮细胞产生自分泌生长因子效应，能通过自分泌并以正反馈方式作用于自身的ETBR而促进血管内皮细胞增殖[30]。内皮素1还参与血管周围基质的降解，内皮素1能诱导基质金属蛋白酶2的显著上调和激活，从而促进细胞外基质降解，增加内皮细胞迁移和侵袭能力。内皮素1主要是作用于内皮细胞上ETBR而发挥促迁移作用，由于内皮细胞上ETBR激活常伴随一氧化氮的激活，而一氧化氮的释放是内皮细胞迁移的前提条件[31]。除了通过参与血管生成的不同阶段发挥作用，内皮素1与血管内皮生长因子间还存在协同效应。当血管内皮生长因子与内皮素1共同作用于内皮细胞时, 内皮细胞的增殖、迁移、侵袭基底膜的能力都显著增加，并可诱导血管的生成[32]。内皮素1通过ETAR促进血管内皮生长因子mRNA的表达和血管内皮生长因子的分泌，激发血管内皮生长因子诱导的内皮细胞的增殖和侵袭；而血管内皮生长因子可以促进内皮细胞中内皮素1 mRNA的表达和内皮素1的分泌。关于内皮素1促血管生成的研究，在肿瘤中研究较多，内皮素1和它的受体以自分泌方式或与血管内皮生长因子协同作用参与肿瘤的发生与发展。例如肺癌、卵巢癌、前列腺癌、骨肿瘤、星形细胞瘤、卡波西肉瘤和肠癌等[33]。对于内皮素1在瘢痕的血管的形成中及其对瘢痕形成的影响研究甚少。国内的学者收集不同时期的瘢痕组织，体外分离培养成纤维细胞，利用RT-PCR半定量，免疫组织化学及特殊染色，发现内皮素1表达水平在瘢痕增生的各个阶段呈现早期逐步升高、增生期达到高峰、消退期下降的变化，与不同时期瘢痕组织中新生血管形成的变化趋势一致[34]。但是，是否内皮素1的表达的变化导致血管生成的变化，最终影响瘢痕萎缩成熟的过程，有待进一步研究。 2.2.6 血小板源性生长因子(PDGF) 血小板衍生生长因子是由血小板、血管内皮细胞、平滑肌细胞、周细胞等产生的重要多肽生长因子，是促结缔组织细胞，如血管内皮细胞、平滑肌细胞等的有丝分裂剂，是由4种不同的多肽链(血小板源性生长因子A，B，C，D)通过二硫键连接构成的5种糖蛋白的同型或异型二聚体(血小板源性生长因子AA，BB，CC，DD，AB)组成的家族[35]。血小板源性生长因子受体为两种结构相似的酪氨酸激酶类受体血小板源性生长因子受体α、β。血小板源性生长因子与其受体结合后表现出相应的细胞生物学效应，主要为促进肿瘤细胞增殖和血管生成。血小板源性生长因子至少可以通过两个方面诱导新生血管生成，一方面血小板源性生长因子可以促进血管内皮细胞生长、增殖；另一方面血小板源性生长因子可以诱导血管外膜细胞和血管平滑肌细胞向新生血管趋化，以调节血管生长，稳定血管的形成[36]。关于血小板源性生长因子促血管生成作用，在各种肿瘤的生长与侵袭中研究较多。国内外学者们利用免疫组织化学及显微图像分析技术，在前列腺癌、乳腺癌、结肠直肠癌、小细胞肺癌、子宫内膜癌、黑色素瘤等中检测到血小板源性生长因子和相应受体的过表达，并且与肿瘤中血管密度呈正相关[37]。例如用于胃肠间质瘤及肾癌治疗的索坦(舒尼替尼Sutent)及用于治疗不能手术的晚期肾细胞癌的多吉美(索拉非尼Nexavar)，他们的药理就是通过靶向抑制血小板源性生长因子及其酪氨酸激酶受体信号通路而阻断肿瘤新生血管的形成，间接抑制肿瘤细胞的生长。关于血小板源性生长因子在瘢痕中的研究甚少，学者们用免疫组织化学方法和常规病理技术检测瘢痕组织中血小板源性生长因子的表达，在所有标本内，血小板源性生长因子A、血小板源性生长因子B的表达量与以CD34、CD105标记的MVD之间均呈高度正相关，表明血小板源性生长因子A、血小板源性生长因子B可能通过诱导微血管生成而促进瘢痕的增生[38]。但在瘢痕萎缩成熟的过程中血小板源性生长因子的表达的变化与血管的变化是否影响瘢痕的增生及萎缩成熟，以及应用于肿瘤治疗的靶向抑制血小板源性生长因子的药物是否同样亦可以用于瘢痕的防治，值得进一步研究，不失为瘢痕的防治研究提供了新的方法。 2.2.7 多效生长因子多效生长因子是一种相对分子质量为18 000的肝素蛋白，具有2个β-折叠结构域，每个β-折叠结构域又含有3个呈反平行的β链。多效生长因子可由内皮细胞、巨噬细胞、胶质细胞、间盘细胞、肿瘤细胞等多种细胞分泌[39]。多效生长因子在不同的细胞有不同的功能，在纤维细胞、上皮细胞和内皮细能引起促有丝分裂反应[40]。多效生长因子在各种组织中新生血管中起到重要作用[41]，尤其是在缺氧组织中，它能够动员并促使血管内皮前体细胞向多效生长因子迁移，在缺血部位聚集，进而分化为血管内皮细胞，促进血管生成。 Antoine等[42]发现多效生长因子不仅能够增加局部血管内皮细胞而且能够增加血管内皮前体细胞的数量，从而发挥它的促血管生成作用。国外的学者对大鼠局部心肌缺血的实验研究证实了这种作用，发现注入多效生长因子编码的质粒能够诱导新生血管的生成[43]。关于其在瘢痕中的研究，研究者收集不同瘢痕组织，利用RT-PCR，Western-Blot以及免疫组织化学等方法，发现，在瘢痕增生期多效生长因子的表达较正常皮肤增高，表明其与瘢痕增生的关系密切，但其机制有待进一步研究[44]。 2.3 增生性瘢痕的相关治疗近来许多研究显示，微血管的大量生成与瘢痕的进展有着一定的关系[45-46]。这为利用抗血管生成治疗瘢痕形成提供了有力的证据[47-48]。抗血管生成的治疗成为瘢痕治疗的趋势：贝伐单抗是一种血管生成抑制剂，是一种能与血管内皮生长因子连接并使其失活的分子抗体，从而阻止血管生成[49]。利用中和血管内皮生长因子的抗体来预防及治疗瘢痕，可减少正常成人的伤口中的血管生成的峰值的50%。这些伤口最终都正常地愈合，且愈合后伤口瘢痕的宽度均在很大程度上减小[47]。体外实验证明，血管内皮抑制素可能通过促进内皮细胞的凋亡以及抑制血小板源性生长因子与成纤维细胞生长因子的释放，从而减少瘢痕中的血管生成，而达到对瘢痕的治疗[50-51]。astragaloside Ⅳ(黄芪甲苷)作为传统中药黄芪的主要成分，则是通过减少转化生长因子β1的分泌对瘢痕进行治疗[52]。值得注意的是，相关研究显示缺氧可导致瘢痕增生[53-54]。减轻缺氧可能有促进瘢痕萎缩成熟的作用[54]，但瘢痕中减轻缺氧的机制目前尚未研究清楚，而血管生成则是机体减轻组织内缺氧的重要调节机制之一，推测瘢痕中血管生成及成熟可能是瘢痕减轻缺氧的关键，如果使血管内皮生长因子、血管生成素1等促血管生成因子在瘢痕中的表达增高，促进血管生成与成熟，特别是促进血管成熟，能改善瘢痕局部微循环，使瘢痕局部氧分压增高，从而减轻组织内缺氧，有可能会减轻瘢痕增生，促使瘢痕逐渐萎缩成熟，为瘢痕治疗与预防提供新的思路及方法。"

References

[1]李高峰,罗成群,刘浔阳,等.瘢痕内微循环的变化.中华医学美学美容杂志,2005,11(4):223-226.
[2]Beer TW , Baldwin HC ,Goddard JR ,et al. Angiogenesis in pathological and surgical scars. Hum Pothol. 1998;29(11): 1273-1278.
[3]Amadeu T, Braune A,Mandarim-de-Lacerda C, et al. Vascularization pattern in hypertrophic scars and keloids:a stereological analysis.Pathol Res Pract.2003;199(7): 469-473.
[4]Kischer CW.Contributions of electron microscopy to the study of the hypertrophic scar and related lesions. Scanning Microsc. 1993;7(3):921-930;discussion 930-931.
[5]谭军,张刚,李高峰.兔耳瘢痕成熟过程中组织氧分压的变化[J].中华组织工程研究与临床康复,2008,12(42):8337-8339.
[6]Karamysheva AF.Mechanisms of angiogenesis. Biochemistry (Mosc). 2008;73(7):751-762.
[7]Eming SA, Brachvogel B, Odorisio T, et al.Regulation of angiogenesis: wound healing as a model. Prog Histochem Cytochem.2007;42(3):115-170.
[8]Otrock ZK,Mahfouz RA,Makarem JA,et al.Understanding the biology of angiogenesis:review of the most important molecular mechanisms. Blood Cells Mol Dis.2007;39(2): 212-220.
[9]Imura S, Miyake H, Izumi K, et al. Correlation of vascular endothelial cell proliferation with microvessel density and expression of vascular endothelial growth factor and basic fibroblast growth factor in hepatocellular carcinoma. J Med Invest.2004;51(3-4):202-209.
[10]Ferrara N, Gerber HP, Lecouter J. The biology of VEGF and its receptors . Nat Med.2003;9:669-676.
[11]Salem A, Assaf M, Helmy A,et al. Role of vascular endothelial growth factor in keloids: a clinicopathologic study.Int J Dermatol. 2009;48(10):1071-1077.
[12]Le AD, Zhang Q, Wu Y,et al.Elevated vascular endothelial growth factor in keloids: relevance to tissue fibrosis.Cells Tissues Organs.2004;176(1-3):87-94.
[13]Zhang GY, Yi CG, Li X,et al.Inhibition of vascular endothelial growth factor expression in keloid fibroblasts by vector- mediated vascular endothelial growth factor shRNA: a therapeutic potential strategy for keloid.Arch Dermatol Res. 2008;300(4):177-184.
[14]Traci AW, Ahalia MF, Tatiana MO, et al. Regulation of scar formation by vascular endothelial growth factor. Lab Invest. 2008;88:579-590.
[15]Takakura N, Watanabe T, Suenobu S, et al. A role for hematopoietic stem cells in promoting angiogenesis. Cell. 2000;102(1):199-209.
[16]Witaenbichler B, Maisonpierret PC, Jones P, et al. Chemotactic properties of angiopoietin-1 and -2 ,ligands for the endothelial-specific receptor tyrosine kinase Tie-2. J Biol Chem.1998;273(29):18514-18521.
[17]Papapetropoulos A,Fulton D,Mahboubi K,et al.Angiopoietin-1 inhibits endothelial cell apoptosis via the Akt/Survivin pathway. J Biol Chem.2000; 275:9102-9105.
[18]Van der Veer WM, Niessen FB, Ferreira JA, et al. Time course of the angiogenic response during normotrophic and hypertrophic scar formation in humans. Wound Repair Regen 2011; 19:292–301.
[19]Han KY, Fahd DC, Tshionyi M, et al.MT1-MMP modulates bFGF-induced VEGF-A expression in corneal fibroblasts. Protein Pept Lett. 2012; 19(12): 1334-1339.
[20]郝跃文,刘莹,孙立军,等. bFGF缓释微粒在缺血心肌促血管生成的实验研究[J].临床放射学杂志,2008,27(2):278-281.
[21]农晓琳,邓凌,李佳荃,等.bFGF、TGF-β1在人皮肤病理性瘢痕不同时期的表达及意义[J].广西医科大学学报,2010,27(2): 180-183.
[22]Bennett NT, Schultz GS. Growth factors and wound healing: Part II. Role in normal and chronic wound healing. Am J Surg. 1993;166: 74-81.
[23]Gailit J, Clark RA. Studies in vitro on the role of αV and β1 integrins in the adhesion of human dermal fibroblasts to provisional matrix proteins: fibronectin, vitronectin, and fibrinogen. J Invest Dermatol.1996;106:102-108.
[24]Fujiwara M, Muragaki Y, Oshima A. Upregulation of transforming growth factor beta 1 and vascular endothelial growth factor in cultured keloid fibroblast: relevance to angiogenic activing. Arch Dermatol Res. 2005,297(4):161- 169.
[25]Colwell As, Yun R, Krummel TM, et al. Keratinocytes modulate fetal and postnatal fibroblast transforming growth factor-beta and Smad expression in co-culture. Plast Reconstr Surg.2007; 119: 1440-1445.
[26]Sato M. Upregulation of the Wnt/β-catenin pathway induced by transforming growth factor-β in hypertrophic scars and keloids. Acta Dermato-Venereologica.2006;86(4): 300-307.
[27]Jagadeesan J, Bayat A. Transforming growth factor beta(TGFβ) and keloid disease. Internat J Surg.2007; 5(4): 278-285.
[28]Xia W, Phan TT, Lim IJ, et al. Differential transcriptional responses of keloid and normal keratinocytes to serum stimulation. J Surg Res. 2006;135(1):156-163.
[29]Zhu L, Lee HO, Jordan CS, et al. Spatiotemporal regulation of endothelin receptor-B by SOX10 in neural crest-derived enteric neuron precursors. Nat Genet.2004;36(7):732-737.
[30]Bagnato A, Budzikowski AS, Tskahara H, et al. Endothelin recptor blockade inhibits proliferation of Kapoosis’s sacoma cells. Am J Pathol.2001;158(3):841-847.
[31]Goligorsky MS,Budzikowski AS,Tsukahara H, et al. Cooperation between endotheliin and nitric oxidase in promoting endothelial cell migration and angigenesis. Clin Exp Pharmacol Physiol.1999;26(3):269-271.
[32]Salani D, Di Castro V, Nicotra MR,et al.Role of endothelin-1 in neovascularization of ovarian carcinoma.Ame J Pathol. 2000; 1537-1547.
[33]Bagnato A, Spinella F. Emerging role of endothelin-1 in tumor angiogensis. Treads Endocrinol Metab.2002;14(1): 44-50.
[34]向军,王西樵,刘英开,等.烧伤后瘢痕组织中成纤维细胞ET-1表达及血管新生和胶原分布研究[J].上海交通大学学报:医学版, 2010, 30(7):839-842.
[35]Andrae J, Gallini R, Betsholtz C. Role of platelet-deriver growth factors in physiology and medicine. Genes Dev.2008; 22(10):1276-1312.
[36]Li M, Jendrossek V, Belka C. The role of PDGF in radiation oncology. Radiat Oncol. 2007,2:5.
[37]Uehara H, Kim S J, Karashima T, et al. Effects of blocking platelet-derived growth factor receptor signaling in a mouse model of experimental prostate cancer bone metastases. Natl Cancer Inst.2003;95(6):458-470.
[38]黄如林,梁杰,吴志贤.血小板衍生生长因子在病理性瘢痕内的表达与血管生成的关系[J].广东医学,2011,32(4):457-460.
[39]Johnson WE, Patterson AM , Eisenstein SM, et al. The presence of pleiotrophin in the human intervertebral disc is associated with increased vascularization: an immunohistologic study. Spine. 2007;32(12):1295-11302.
[40]Delbe J, Vaeherot F, Laaroubi K, et al. Effect of heparin on bovine epithelial lens cell proliferation induced by heparin affin regulatory pep-tide. J Cell Physiol. 1995;164(1): 47-54.
[41]Perez-Pinera P,Berenson JR,Deuel TF.Pleiotrophin, a multifunctional angiogenic factor: mechanisms and pathways in normal and pathological angiogenesis. Curr Opin Hematol. 2008;15(3): 210-214.
[42]Antoine M, Tag CG, Wirz W, et al. Upregulation of pleiotrophin expression in rat hepatic stellate cells by PDGF and hypoxia: Implications for its role in experimental biliary liver fibrogenesis. Biochem Biophys Res Commun . 2005;337(4): 1153-1164.
[43]Christman KL, Fang Q, Kim AJ, et al. Pleiotrophin induces formation of functional vasculature in vivo. Biochem Biophys Res Commun.2005;332(4):1146-1152.
[44]Zhang Q, Tao K, Huang W, et al. Elevated expression of pleiotrophin in human hypertrophic scars. J Mol Hist.2013; 44:91-96.
[45]DiPietro LA. Angiogenesis and scar formation in healing wounds. Curr Opin Rheumatol. 2013 ;25(1):87-91.
[46]Mogili NS, Krishnaswamy VR, Jayaraman M, et al. Altered angiogenic balance in keloids: a key to therapeutic intervention. Transl Res.2012; 159:182-189.
[47]Wilgus TA, Ferreira AM, Oberyszyn TM, et al. Regulation of scar formation by vascular endothelial growth factor. Lab Invest.2008; 88:579-590.
[48]Diao JS, Xia WS, Guo SZ. Bevacizumab: a potential agent for prevention and treatment of hypertrophic scar.Burns.2010; 36:1136-1137.
[49]Gerber HP, Ferrara N.Pharmacology and pharmacodynamits of bevacizumab as monotherapy or in combination with cytotoxic therapy in preclinical studies. Cancer Res. 2005;65: 671-80.
[50]Ren HT, Hu H, Li Y, et al. Endostatin inhibits hypertrophic scarring in a rabbit ear model. J Zhejiang University Sci. 2013; 14(3):224-230.
[51]Wang ZY, Song F, Xu LJ,et al.Endostar Injection Inhibits Rabbit Ear Hypertrophic Scar Formation. Int J Low Extrem Wounds. 2012;11(4):271-276.
[52]Chen X, Peng LH, Li N,et al. The healing and anti-scar effects of astragaloside IV on the wound repair in vitro and in vivo. J Ethnopharmacol. 2012;139(3):721-727.
[53]李高峰,罗成群.低氧对瘢痕形成的影响[J].中华整形外科杂志, 2003,19(5):393-396.
[54]李高峰,谭军,钟茜,等.不同程度缺氧对体外培养的瘢痕成纤维细胞增殖的影响[J].中国实用美容整形外科杂志, 2006, 17(1): 72-74.